增生性瘢痕防治的希望与挑战

[摘要] 增生性瘢痕的预防及其有效治疗，至今依然是外科面临的一个棘手问题。本文围绕增生性瘢痕的发病机制（细胞因素、生长因子因素、微循环因素、免疫因素、基因表达因素）和动物及细胞模型等方面分析了目前的现状，同时对增生性瘢痕的动物模型、形成机制、治疗效果评判及今后的发展趋势提出了自己的看法。

关键词：瘢痕；进展；困惑

Hope and challenge—Treatment and prevention of hypertrophic scars

Jia chiyu, Center of plastic cosmetic and burn repair, 309 hospital of PLA

【Abstract】Prevention and effective treatment of hypertrophic scars, is still a thorny issues facing surgery. This paper analysis the current status of the pathogenesis of hypertrophic scars (cells, growth factors, microcirculation, immune factors, gene expression factors) and animal and cell models. Also, author present his views on the animal models/formation mechanisms /treatment effect evaluation and future development trends of Hypertrophic Scar.

【Keywords】: hypertrophic scar; hope; Challenge

0 引言

增生性瘢痕是创伤后组织修复过度的结果。皮肤受损后，局部组织发生炎症反应，导致成纤维细胞细胞和肌成纤维细胞的聚集，导致胶原合成增加使细胞外基质产生改变而形成增生性瘢痕(hypertrophic scar,HS)。HS的形成，不仅严重影响患者的外观，而且常因瘢痕挛缩导致功能障碍，同时还可引起难以忍受的瘙痒和疼痛，严重影响了患者的生存质量。因此，多年来HS的防治一直是临床及基础研究和探讨的热门课题^[1]。

1现状与希望

1.1 发生机制

近年来，随着现代细胞生物学和分子生物学研究的发展和研究的不断深入，人们对瘢痕的认识也不断深入。很多从细胞和分子水平上的研究，逐步揭示了创面愈合过程中的变化规律以及其调控机制，认为以下多种因素参与了HS的形成。

1.1.1. 细胞因素：主要是成纤维细胞细胞(Fb)和肌成纤维细胞(MFb)。成纤维细胞是胶原合成是主要细胞，创伤区域的成纤维细胞还可迅速合成大量的纤维粘连蛋白，其是细胞外基质的主要成分，可以说成纤维细胞是瘢痕增生的主要效应细胞，其活化、增殖、合成胶原以及分化异常，直接导致增生性瘢痕的形成^[2]。研究发现，在创面愈合过程中，成纤维细胞的表型可受某些因素影响而发生转化，成为肌成纤维细胞。大量的证据表明肌成纤维细胞是一种有收缩性的细胞，是伤口收缩和愈合的基础。肌成纤维细胞之间通过裂隙连接聚合在一起，又与胶原纤维连接形成了一个网状结构，从而使创面的肉芽组织发生明显的挛缩。近来，人们开始关注调节MFb生物学行为的信号通路。初步研究发现，MFb的分化与丝裂原活化蛋白激酶(mitogen-activated protein kinase, MAPK)有关。MAPK是细胞内重要的信号转导通路，可将细胞外刺激转导到胞核内，使转录因子、细胞骨架相关蛋白、酶类等多种底物发生磷酸化，从而调节细胞的生理功能。在细胞的增值、分化的调控中占重要地位。目前已在哺乳动物体内克隆和鉴定了细胞外信息调节激酶(extra cellular signal regulated kinase, ERK)、c-Jun氨基末端激酶（JNK）/应激激活蛋白激酶（SAPK）、p38MAPK和ERK5/BMK1（bigMAP kinase1）等 MAPK亚族。 ERK可激活即刻基因c-fos，诱导肌成纤维细胞的分化，在细胞应答机械力学变化及因收缩引起的基因表达中发挥着重要作用，肌球蛋白轻链磷酸酶/Rho/Rho激酶通路是细胞外信号导致细胞骨架重组的分子开关，其与肌成纤维细胞收缩的关系刚开始引起人们的关注。Rho通路为成纤维细胞向肌成纤维细胞转化的关键信号转导通路。表明某些调控信号或通路的失衡是瘢痕形成的关键点。

1.1.2. 生长因子因素：现已证明，生长因子在增生性瘢痕形成过程中起重要作用^[3]。其中的最关键的是TGF-β1，可刺激自身mRNA在成纤维细胞中的过度表达，刺激胶原基因和Fn基因的启动子，使转录增加，造成胶原合成增加。还可刺激成纤维细胞中葡萄糖与氨基酸的转运和糖酵解的进行，导致细胞外基质合成显著增加，同时通过抑制基质降解酶的产生，导致局部张力增加和纤维化。当然，其他的生长因子，如bFGF，PDGF以及新近发现的结缔组织生长因子（connective tissue growth factor,CTGF）也有一定作用。研究发现，EGFR/盘状结构阈受体1（discoidin domain recepter1,DDR1）的高表达和其酪氨酸磷酸化水平升高与瘢痕相关，TGF-β1的促进增值和胶原合成作用与其不能活化蛋白激酶A(PKA)、抑制NO/cGMP信号刺激作用以及能呈时间依赖性活化蛋白激酶C(PKC)有关^[4]。瘢痕成纤维细胞表面TGF-β1、Ⅱ型受体及其下游信号蛋白磷酸化-Smad3水平均高于正常皮肤含量。因此，对TGF-β1受体和其下游信号传导机制的进一步研究，有可能成为解开瘢痕形成和瘢痕挛缩发生机制的关键。近来发现结缔组织生长因子（CTGF）也是瘢痕形成过程中重要的调控因子^[5]。

1.1.3. 微循环因素：Fb和血管内皮细胞是瘢痕微生态中两大重要细胞群，二者间通过局部微环境建立营养及信号联系。内皮细胞功能障碍可能是启动瘢痕成熟的内在因素之一^[6]。以往对瘢痕的研究较少涉及瘢痕的微循环及微血管构筑。研究发现，瘢痕内部不同区域其微血管分别是不均匀的。这种分布上的差异在某种程度上反映了瘢痕不同区域组织的功能代谢活跃程度上的差异。瘢痕组织中微血管闭塞与组织缺氧是其基本特征。缺氧可促使成纤维细胞分裂增殖，延长成纤维细胞寿命。其次，氧张力也能影响成纤维细胞的合成和分泌功能。缺氧后，启动了血管形成过程，改善血、氧供应而促使成纤维细胞合成大量的胶原，大量的胶原纤维的存在势必导致氧弥散功能的下降。缺氧导致胶原合成增加和血管闭塞，两者进一步加重缺氧，反复循环，最终导致 HS 的形成。研究发现，人体瘢痕组织演变过程中微血管逐步变窄，内皮细胞和细胞器萎缩，基底膜增厚。还发现低氧环境中培养的成纤维细胞可持续性高表达脯氨酸、胶原蛋白，从而导致胶原的沉积。其次，氧分压还可刺激内皮细胞产生PDGF、VEGF和TGFβ1，通过调节生长因子的表达影响瘢痕形成^[7]。

1.1.1. 免疫因素：最初人们发现瘢痕与免疫系统的联系来自于临床实践。瘢痕疙瘩被切除后迅速复发，并有继续增大的表现，这与机体的免疫反应十分相似。创伤引起各类化学递质（如组织胺和肝素等）、免疫球蛋白及补体的释放，对瘢痕发生与发展有重要影响。瘢痕组织中的胶原纤维周围有大量的免疫球蛋白沉积及巨噬细胞。其郎格罕氏细胞数量及形态也有很大的变化。临床研究亦发现，免疫治疗（如类固醇激素、γ-干扰素）对增生性瘢痕的预防及治疗均有显著疗效^[8]。研究证实，以神经分泌方式作用于各种免疫细胞，参与免疫调节的P物质，在增生性瘢痕中含量显著增高，参与了瘢痕疼痛及瘙痒的启动过程。近来的研究发现，一种特殊是免疫细胞-γδT.细胞在创面愈合及瘢痕形成方面有作用，γδT.细胞作为重要免疫调节因子，通过影响与烧伤后瘢痕形成密切相关的TGF-β、FGF和PDGF等细胞因子的活性而发挥其独特作用^[9] 。表明细胞因子不仅在局部，而是贯穿于神经-内分泌-免疫系统，通过复杂的网络体系发挥全身性作用。

1.1.2. Figure 3.基因表达因素：国内外有不少人对HS的基因进行了研究，目前进展不大，但有一些粗浅的发现。如在HS中发现P53基因的突变，Fas表达减少，c-myc/c-fos癌基因高表达，提示癌基因与HS有关联。发现突变型p53/Bcl-2（二者均能抑制凋亡）及ICE样蛋白酶3（caspase-3）在HS组织中表达活性明显增加，推测可导致成纤维细胞凋亡减弱或凋亡调控失常，从而诱发HS。还有研究发现decorin的表达CXC 趋化酶受体3的缺乏在HS的发生、发展过程中有明显改变^[10-11]。近来有人报道分泌性卷曲相关蛋白2（ frizzled-related protein 2 ，SFRP2)与细胞增殖、凋亡及分化密切相关，可显著性上调瘢痕组织。但目前瘢痕细胞凋亡的研究尚处在起步阶段，信号转导途径还不清楚，各家研究结论缺乏一致性和规律性，尚未锁定关键的和确切的基因。

1.2 实验模型

由于临床研究的局限性，研究者不可能在人体上获得连续性和系统性的组织标本，很多病因机制研究来源于动物模型。动物模型可以客观地揭示某些疾病的本质，因为可以全程、动态地进行观察和检测。多年以来，人们一直以来在寻找建立一种能发生在动物身上的 HS模型。由于绝大多数动物皮肤在组织结构及愈合机制与人类有差异，伤口愈合主要靠创面收缩而非肉芽组织形成，创伤后都不会像人类一样出现 HS，使得这一努力未能实现。

1.2.1.裸鼠：因为裸鼠本身无免疫反应能力，为瘢痕模型的最早尝试动物。1985年，Shetle将人类瘢痕组织去除上皮后，移植与裸鼠皮下，持续观测60天^[12]。将保留上皮的完整的人类瘢痕组织移植至裸鼠，观察6个月，未发现瘢痕有显著改变。

1.2.2.兔耳：早在 1997年，Morris等受到在兔皮肤注射卡介苗杆菌引起瘢痕疙瘩的启发，在兔耳腹侧面做深层及软骨层的全层皮肤创面，发现一些创面愈合后可产生明显高出皮面的瘢痕增生^[13]。在此基础上，在大耳白兔耳腹造成全层皮肤缺损的创面，也发现其病理改变和生物学特征与人的 HS相似^[14]。

1.2.3.猪：在大多数的动物中，只有猪的皮肤结构与人类最为接近。在人体的皮肤中，有一特殊结构-圆锥体结构。他包含了汗腺、毛囊和脂肪穹隆。2001年日本学者首先报道此结构，他们通过对人体不同解剖部位以及对一些动物皮肤组织的观察，发现人类皮肤中不存在圆锥体结构的部位如头皮、前额、眼睑、手掌等，也恰巧不形成HS，这使人联想到圆锥体结构可能与 HS的产生有关^[15]。研究发现，圆锥体结构受损时，真皮中毛囊真皮鞘细胞随之减少，其参与愈合作用减弱，同时受损脂肪穹窿的脂肪细胞分泌相关细胞因子促进Fb增殖和胶原合成，直接导致了增生性瘢痕形成^[16]。并在此基础上建立的雌性杜洛克猪模型 ^[17]。

1.2.4.立体凝胶：由于动物模型一直未能成功，研究者被迫在实验室模拟成纤维细胞体内生存的环境，以研究瘢痕形成机制及防治措施。细胞的单层培养已广泛用于伤口愈合的研究，但是单层培养又有其很大的局限性，细胞仅是沿着一个平面生长，不利于细胞形态的展现，影响了细胞结构的完整性和细胞的一些特异性表达，其与机体内生长的立体环境有着明显的区别，因为活体内细胞总是处在有一定空间的三维结构中。因此，有发明了立成纤维细胞三维立体培养(fibroblast-populated collagen lattices, FPCL)模型。FPCL技术是利用提纯的胶原蛋白，制成立体的胶原蛋白网状结构，模拟机休内的立体状况，由于与活体内组织结构类似，胶原蛋白凝胶的柔软性允许细胞表现为特殊的形态，这种形态有助于细胞生长和分化，在很大程度上弥补了单层细胞培养的缺陷。技术的发展为实验室研究成纤维细胞与基质间的相互作用提供了可能。目前已知，FPCL在体外收缩的速度和程度受以下几个因素的影响：成纤维细胞数量、胶原浓度和培养基中血清的浓度。但FPCL模型也还存在明显的缺陷：仅在某种程度上模拟人体结构，与人类真皮基质的成分及内环境还有显著的差异；是体外而非体内模型。

2 困惑与挑战

尽管经过几十年的研究探索，在基础研究和临床某些方面也取得一些进步^[18-19]。但增生性瘢痕的研究和治疗至今未能取得突破性的进展。分析原因，主要有以下几方面因素。

2.1.动物模型：遗憾的是人们至今无法复制理想的动物HS模型，导致HS的研究无法科学地深入进行，这是HS研究及防治进展异常缓慢的最主要原因，也是目前所遇到的最严峻的挑战。裸鼠模型本质上是人体瘢痕寄生在其体内，并非自身产生的瘢痕。虽然在兔耳和猪身上取得一些进展，但仅仅是在短期限内（仅仅数月）在外形及组织学上有些类似而已，无论在外形、色泽、硬度、病理改变还是在远期改变等方面，距真正的HS还有很大的差异，而且制作方式均为全层皮肤切割伤，并非烧伤。且模型成功率不高，重复性及稳定性太差，瘢痕增生程度也不如人类的明显。

2.2. 形成机制：由于模型的限制，HS形成的确切机制仍不清楚，很多盲点尚未阐明。如在 HS 形成过程中，细胞因子间的网络联系是如何应答和调控的？细胞增生和凋亡过程中的信号分子是什么？通过何种信号通路进行？其启动和终止因子是何？关键基因及功能单元是何？他们是如何进行精密联系及调控的？免疫因素对HS 形成的作用以及γδT细胞功能变化与瘢痕形成间的联系等居多问题目前尚不清楚。关于生长因子刺激信号在瘢痕相关细胞内信号传导机制进展非常缓慢，不少研究结论差别很大，甚至相互矛盾^[20]。体外研究很多因素虽可人为控制，便于分析，但这与体内环境大相径庭，得出的数据的科学性和可信度不高。若进行体内研究，难度更大，有伦理上的困难，还有具体临床操作上的可能，依从性很难保证。而且因参与的细胞、因子众多，影响因素错综复杂，也很难一一分清和阐明。

2.3. 治疗效果评判：虽然对HS的治疗效果有一些评判标准，如温哥华评分。但因相对复杂、主观指标多而客观性指标少、临床可操控性差，临床未能真正推广应用。目前对增生性瘢痕的治疗方法众多，各家均说有效，但其科学性及可信度均有折扣。很多疗法来自各家的临床经验积累，属于经验临床医学的范畴。对瘢痕临床治疗效果的客观性评价而言，学术界公认的随机对照性研究（RCT）在国内外几乎还是空白。

2.4. 预防效果评价：寻求最佳愈合效果、提高创面愈合质量一直是烧伤整形外科医师不断追求的理想和目标。对标准的浅二度和三度烧伤创面，治疗方法及原则基本已达成共识。但对深Ⅱ度烧伤创面而言，何为正确的处理方法，如何才能取得最好的远期疗效，目前的临床治疗争议仍很大。对HS的预防也有很多方法，如早期皮肤移植、弹性压迫、激素注射、放射及外用药物等。但大多缺乏令人信服的科学的、客观的研究资料。目前仍缺乏如何时、采用何种皮肤移植方法为最佳；弹性压迫介入的最佳时机、压力及持续时间；药物种类更是繁多、有西药、有中药；有口服有外用；有膏剂也有凝胶；品种众多，让人眼花缭乱、莫衷一是，质量也参差不齐。早期覆盖创面及弹性压迫是效果较为可靠的方法，但要克服手术恐惧。手术费用大和弹性压迫时疼痛、生活不便及影响社交的难题。激素注射虽然有效，但一旦停用易复发。而长期大量注射可导致局部反应如皮肤萎缩、色素变化等。对于放疗及外用药的安全性及有效性尚需进行科学的评估。

2.5. 副作用评价：目前对HS治疗手段很多，绝大多数的报道是积极地和正面的，对其科学的副作用评价很少。分析其原因，主要是我们的临床研究的严谨性、规范性和科学性不够；另一方面是随访时间太短、随访例数较少和依从性太差的缘故。

3 展望

展望未来，瘢痕防治研究依然是任重道远。但以下几种方法已出现可喜的苗头。

3.1. 机制研究：初步的研究发现，创面覆盖的方式和时机对伤口收缩和瘢痕形成有直接影响。减轻伤口收缩，即抑制瘢痕的程度与创基中肌成纤维细胞数量的快速减少密切相关，而肌成纤维细胞的数量下降又与诱导细胞发生凋亡有关。如何调控成纤维细胞凋亡、JAK/STAT与MAPK等通路间是否存在相互的调节平衡作用，将是今后研究的重点。

3.2. 细胞因子：由于细胞因子与瘢痕有密切的关联。因此人们正在探讨通过对细胞因子的调控来减少肉芽组织的过度增生及瘢痕的形成。有效、可控性地增加或降低细胞因子的方法是目前研究的热点。特别是抗TGFβ的对策：TGFβ是促进瘢痕增生作用最强的多肽生长因子。其中TGFβ1、2促进瘢痕形成，TGFβ3则作用相反。利用中和抗体来阻断TGFβ1、2的致瘢痕效应和TGFβ3来拮抗TGFβ1、2的表达、以蛋白聚糖Decrin、外源性TGFβ受体或受体与TGFβ1、2结合以及用反义寡核苷酸来抑制TGFβ1、2基因表达等研究，已经取得初步令人兴奋的实验室参数^[21]。α-SMA特异性抗体—α-SMAＮＨ2-末端序列AcEEED多肽(α-SMA AcEEED)对肌成纤维细胞抑制作用的基础研究也取得成功^[22]。P物质受体拮抗剂药物的研究也在进行中。2007年，一项重组人IL-10对切口瘢痕预防的Ⅱ期临床试验(RCT)结果显示，VAS评分、创面愈合质量和瘢痕外观均明显改善，二级评价终点差异有统计学意义^[23]。

3.3. 激光治疗：现代新型激光治疗仪的出现，为瘢痕的非手术治疗提供了较好的治疗手段。大功率氦氖激光、脉冲染料激光与CO2激光气化联合等均显示出良好的临床应用前景。

3.4. 基因治疗：理论上皮肤是最容易接受基因转移的靶器官。上皮与真皮细胞易于获取，转染基因后的细胞也易于回植，是开展基因治疗的理想场所。新基因的发现与功能分析将是下一步研究的重点。如关键基因转染后，局部注射以调控局部细胞的增值。或在成纤维细胞中引入自杀基因，沉默基因或利用某些核酶、小分子干扰RNA的研究已取得初步实验室结果^[24]。有人将粘连蛋白43(connexins,Cx43)反义寡核苷酸(AON)应用于鼠皮肤创面，发现局部炎症反应减轻，肉芽组织形成减少，瘢痕不明显。还有研究发现Cx43基因敲除后，鼠创面愈合质量提高。从基因水平调控成纤维细胞的功能及胶原的分泌。或通过基因替代方法诱导功能细胞的凋亡，从而从根本上解决瘢痕形成的问题。

3.5. 压力治疗：其作用机制和压力衣制作过程的智能化研究还在中。

综上所述，创伤后 HS 是伤口炎症介质、细胞间各种因子和局部物理环境之间相互交织而复杂的网络作用形成的。增生性瘢痕防治的基因调控机理尚属世界性难题，要从细胞和分子水平阐明其详细作用机制并用以指导临床治疗还需作大量的基础理论和临床应用研究。运用循证医学的手段，采用世界公认的RCT方法，系统评价和分析HS临床医学的问题应是值得我们努力的方向。相信随着科学的发展，我们能够从分子信号传导层面上了解HS形成的机制，从而有针对性采取相应措施和手段，从真正意义上预防和控制HS的形成。

参考文献

1. Grieb G, Steffens G, Pallua N, et al. Circulating fibrocytes-biology and mechanisms in wound healing and scar formation. Int Rev Cell Mol Biol. 2011;291:1-19.

2. Ali SS, Hajrah NH, Ayuob NN, et al. Morphological and morphometric study of cultured fibroblast from treated and untreated abnormal scar. Saudi Med J. 2010, 30(8):874-881.

3. 李明勇,邱林.转化生长因子β3与创面愈合及瘢痕形成关系研究进展.中华烧伤杂志,2010,26(1):59-61.

4. Abdou AG, Maraee AH, Al-Bara AM, et al. Immunohistochemical expression of TGF-β1 in keloids and hypertrophic scars. Am J Dermatopathol. 2011, 33(1):84-91.

5. 李喆,李世荣,刘剑毅,等.结缔组织生长因子介导转化生长因子β1促进瘢痕成纤维细胞转分化的研究.中华烧伤杂志,2009,25(1):49-52.

6. 王西樵,刘英开,青春.等增生性瘢痕演变过程中内皮细胞生物学功能变化.中华烧伤杂志.2010,26(4):276-277.

7. Gauglitz GG, Korting HC, Pavicic T,et al. Hypertrophic scarring and keloids: pathomechanisms and current and emerging treatment strategies, 2011,17(1-2):113-125.

8. Berman B.Biological agents for controlling excessive scarring. Am J Clin Dermatol. 2010,11 Suppl 1:31-34.

9. van der Veer WM, Ferreira JA, de Jong EH, et al. Perioperative conditions affect long-term hypertrophic scar formation. Ann Plast Surg. 2010, 65(3):321-325.

10. Yang JY, Huang CY.The effect of combined steroid and calcium channel blocker injection on human hypertrophic scars in animal model: a new strategy for the treatment of hypertrophic scars. Dermatol Surg. 2010, 36(12):1942-1949.

11. Yates CC, Krishna P, Whaley D, et al. Lack of CXC chemokine receptor 3 signaling leads to hypertrophic and hypercellular scarring. Am J Pathol. 2010, 176(4):1743-1755.

12. Shetle MR, Shetler CL, Hendricks L, et al. The use of athymic nude mice for study of human keloids. Proc Soc Exp Biol Med, 1985, 179:549-552.

13. Wei YJ, Yan XQ, Ma L, et al. Oleanolic acid inhibits hypertrophic scarring in the rabbit ear model. Wound Repair Regen. 2011, 19(2):274-285.

14. Morris DE, Wu L, Zhao LL, et al. Acute and chronic animal models for excessive dermal scarring: quantitative studies. Plast Reconstr Surg.1997, 100(3):674-681.

15. Matsumura J, Engrav LH. Cones of skin occur where hypertrophic scar occurs. Wound Repair and Regen, 2001, 9(4):269-277.

16. 宋维永,梁智.皮肤圆锥体结构与增生性瘢痕相关性研究进展.中华烧伤杂志,2010,26(5):403-405.

17. Engrav LH, Tuggle CK, Kerr KF, et al. Functional genomics unique to week 20 post wounding in the deep cone/fat dome of the duroc/yorkshire porcine model of fibroproliferative scarring. PLoS One. 2011 ,6(4):e19024.

18. Tao L, Liu J, Li Z, et al. Role of the JAK-STAT pathway in proliferation and differentiation of human hypertrophic scar fibroblasts induced by connective tissue growth factor. Mol Med Report. 2010, 3(6):941-945.

19. Kaartinen IS, Välisuo PO, Bochko V, et al. How to assess scar hypertrophy-a comparison of subjective scales and Spectrocutometry: A new objective method. Wound Repair Regen. 2011 , 19(3):316-323.

20. Paterno J, Vial IN, Wong VW.et al. Akt-mediated mechanotransduction in murine fibroblasts during hypertrophic scar formation. Wound Repair Regen, 2011, 19(1):49-58.

21. Ferguson MW,Duncan J,Bond J,et al.Prophylactic administration of avotermin for improvement of skin scarring:three double-blind,placebo-controlled,phase Ⅰ/Ⅱ studies.Lancet,2009,373(9671):1264-1274.

22. 贾赤宇,陈璧.α 平滑肌肌动蛋白Ｎ 末端肽对伤口收缩的影响.中华烧伤杂志,2002,18(3)166-169.

23. 吴志宏,张立超,陈海滨.病理性瘢痕细胞通讯相关靶点药物研究现状.中华烧伤杂志,2010,26(4):322-324.

24. 杨平,王爱丽,刘德武,等.重组人内皮型一氧化氮合酶基因转染对增生性瘢痕成纤维细胞的影响.中华烧伤杂志,2008,24(4):275-277.